martes, 27 de noviembre de 2012

3.5.2.3 Cryoconservación del germoplasma


La criopreservación o crioconservación de plantas es un proceso consistente en la preparación, mantenimiento y preservación a largo plazo de un material vegetal, en unas condiciones de temperatura ultra bajas de –196 ºC, obtenidas mediante nitrógeno líquido, suspendiendo así casi todos los procesos metabólicos de la planta.

El material vegetal a utilizar puede proceder de cualquier parte de la planta: semillas, meristemos, yemas, ápices, tallos, callos, embriones somáticos, etc. Debe ser seleccionado de plantas sanas, en el caso de proceder de material de cultivo in vitro, los parámetros de cultivo se deben optimizar antes de la crioconservación, ya que el éxito de éste proceso de conservación va a depender tanto de los tratamientos utilizados antes de someter al material al nitrógeno líquido, como de los utilizados una vez recuperado el material del mismo.

En general, conviene disminuir el contenido de agua del material vegetal para reducir los efectos de la formación de hielo en la congelación. Para ello el material se deshidrata parcialmente antes de la congelación. Esta deshidratación previa se puede realizar con sustancias como el gel de sílice o medios con altos contenidos en glicerol o sacarosa. Así, se elimina un gran porcentaje del agua contenida en el material, teniendo en cuenta que la mayoría de los materiales mantienen su viabilidad si conservan entre el 16,5 % y el 20 % del agua existente inicialmente en fresco [Uragami y cols., 1990, Plant Cell Reports 9:328-331], siendo la determinación de la tolerancia a la deshidratación y los métodos que permiten alcanzarla uno de los objetivos más importantes en el estudio de la crioconservación.

Por lo tanto, el método de congelación, la deshidratación y la utilización de sustancias crioprotectoras, de las que hablaremos más adelante, son los recursos existentes para reducir al máximo los daños que se pueden producir en la célula durante el proceso de congelación. De forma resumida, aunque al formarse el hielo, ya causa por sí mismo daños celulares, estos daños se agravan debido a que se produce el fenómeno de recristalización, que consiste en que los cristales de hielo que se forman en el interior celular durante el proceso de congelación, se derriten y vuelven a formarse dando lugar a estructuras termodinámicamente más estables, es decir, cristales más grandes, con un efecto sumamente dañino ya que provoca una extensa destrucción de estructuras protoplasmáticas y la lisis celular.
En el sistema de congelación lenta, el hielo comienza a formarse desde el exterior hacia el interior celular.

 El agua sale hacia el exterior desde el citoplasma y la vacuola, lo que provoca una diferencia de potencial osmótico que causa un aumento de la concentración de soluto en el interior celular, y esto va en detrimento de la posibilidad de supervivencia de la célula. Desarrollar este sistema requiere un equipo complejo y de gran coste que controle la disminución gradual y exacta de la temperatura y el tiempo de permanencia del material en cada estadio térmico programado en el protocolo. En el caso del sistema de congelación rápida ocurre lo contrario: se forma hielo desde el interior celular al exterior. El agua entra y la diferencia de potencial osmótico provocada es menor que en el método lento, por lo que los daños celulares que ocasiona una alta concentración de solutos no son tan críticos, si bien los daños por formación de hielo persisten.
Aunque los métodos de congelación son variados, curiosamente casi todos los autores coinciden en que el proceso de descongelación debe realizarse de forma rápida para evitar la recristalización, siendo el método más habitual la inmediata introducción del material congelado en agua caliente a 38 ºC.


BIBLIOGRAFIA 

http://www.encuentros.uma.es/encuentros98/crioconservacion.htm

http://www.buenastareas.com/ensayos/Criopreservacion-Germoplasma-Vegetal/1716342.html

3.5.2.2 Supresión del crecimiento

siempre existe un riesgo, mayor o menor, de inestabilidad citogenética cuando se conserva el germoplasma mediante el cultivo de tejidos organizados (meristemas, yemas, y cultivos derivados) y reduciendo la tasa de crecimiento mediante la temperatura baja. Conforme se reduce la temperatura de un tejido el metabolismo celular disminuye hasta llegar a un estado de "suspensión animada" cuando la temperatura alcanza niveles inferiores a -150°C; a esta temperatura, los procesos biológicos han cesado y las posibles causas de inestabilidad se habrán minimizado o eliminado

 


Bibliografia
http://books.google.com.mx/books?id=EXijYNw55DUC&pg=PA705&lpg=PA705&dq=supresion+del+crecimiento+de+cultivos+in+vitro&source=bl&ots=0Zyn9gTAFv&sig=s2XRBvYdcoszVrSHwVszBQTc6tU&hl=es-419&sa=X&ei=kKy1UNnsFceXyAH6k4DIAw&ved=0CB4Q6AEwAQ#v=onepage&q=supresion%20del%20crecimiento%20de%20cultivos%20in%20vitro&f=false

3.5.2.1 Factores que limitan el crecimiento


Los factores que afectanel crecimiento de los cultivos in vitro son los siguientes:
  • Temperatura: para la mayor parte de los cultivos las temperaturas optimas  20 °C y       30 °C.
  • Concentración de nutrimentos: La relación entre la concentración de carbohidratos y los componentes nitrogenados del medio nutritivo. 
  • Concentración de los reguladores del crecimiento: Los niveles de auxinas citoquininas y de inhibidores del crecimiento, como el acido abscísico, interaccionan con la concentración de sacarosa y con la temperatura de conservación y afectan así la viabilidad de los cultivos in vitro.
  • Concentración osmótica: La limitación del crecimiento por causa de la concentración osmótica se debe, posiblemente, a la reducción de la absorción de agua y de nutrientes del medio.

Bibliografía 

http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.2 Métodos de conservación


Técnicas de crioconservación
La crioconservación clásica incluye la deshidratación inducida en condiciones estériles en una cámara de flujo laminar, el pre-enfriamiento paulatino de los materiales (se utilizan diferentes gradientes de temperatura, por ejemplo: 10, 8, 4, -20 y -40 °C, así como diferentes tiempos de permanencia en esas temperaturas), la inmersión en NL sin crioprotectantes y, posteriormente, el almacenamiento a –80 °C. Sin embargo, nuevas técnicas basadas en la eliminación parcial de agua en los tejidos y el congelamiento inmediato de los explantes han desplazado parcialmente a la técnica clásica (Dixit et al. 2004, Wang et al. 2005). Estas nuevas técnicas son:

(1) vitrificación
 (2) encapsulación – deshidratación
 (3) encapsulación – vitrificación
 (4) precrecimiento
 (5) precrecimiento –deshidratación
(6) desecación
 (7) enfriamiento de gotas .


La vitrificación es un proceso que promueve la deshidratación celular y "solidificación" de líquidos en ausencia de cristalización (se evita la formación de cristales de hielo intracelulares que dañan los tejidos). Con la "solidificación" se induce un estado con una estructura molecular aleatoria pero que posee propiedades físicas y mecánicas similares a un sólido. Esta transición del agua líquida a una fase amorfa cambia la conformación estructural celular hacia una apariencia vidriosa (Matsumoto et al. 2001, Dixit et al. 2004, Wang et al. 2005, Benson et al. 2006). La vitrificación es realizada previa al congelamiento por medio de una sustancia crioprotectante (Matsumoto et al. 2001, Dixit et al. 2004, Wang et al. 2005).


2) Encapsulación – deshidratación
La encapsulación - deshidratación se ha utilizado con ápices de tallo y tejidos embriogénicos. Los explantes se precultivan en una solución con concentración alta de sacarosa (0,5-0,75 M) y luego son encapsulados en alginato de calcio o en polioxietilen glicol (PEG); después se les aplica una deshidratación en la cámara de flujo laminar (cuatro a cinco horas), se congelan con NL y se mantienen a -80 °C por el período de almacenamiento. El descongelamiento se realiza en baño de María a 40 °C por uno a dos minutos y se cultivan en medio para la recuperación del crecimiento y regeneración (Ara et al. 2000, Dixit et al. 2004).
(3) Encapsulación – vitrificación
La encapsulación - vitrificación es similar al anterior en cuanto al uso de alginato de calcio para la encapsulación. Se diferencia del mismo por no utilizar el precultivo de los explantes en una solución con alta concentración de sacarosa, sino más bien por el uso de una solución crioprotectante (como se menciona en la primera técnica) a 0 °C por unas horas, en su lugar, y por haber sido usado específicamente para meristemas. Los meristemas son encapsulados en medios que contienen altas concentraciones de azúcares (glicerol 2 M y/o sacarosa 0,4 M). Se congelan inmediatamente con NL y se mantie nen a -80 °C (Hi rai y Sa kai 2003, Dixit et al. 2004). El proceso de descongelamie nto es similar al utilizado en la técnica de encapsulación– deshidratación.
(4) Precrecimiento
El precrecimiento se ha utilizado específicamente para embriones cigóticos y somáticos. La técnica involucra el cultivo in vitro previo de los embriones en presencia de crioprotectantes por varios días. Posteriormente, los embriones se congelan directamente en NL, para luego almacenarlos a -80 oC. El proceso de descongelamiento es similar a la técnica de encapsulación – deshidratación (Engelmann 2000, Dixit et al. 2004).
(5) Precrecimiento – deshidratación
En el precrecimiento - deshidratación se utilizan segmentos de tallo previamente cultivados en un medio alto en sacarosa, ABA o PRO. Posteriormente estos se desecan en flujo de aire y se congelan directamente en NL.
6) Desecación
La desecación se ha utilizado sólo con semillas recalcitrantes y estructuras haploides como polen y óvulos. En ella se realiza primero la desecación de los tejidos o semillas en una cámara de flujo laminar o en un aparato con aire comprimido estéril o en sílica gel y, luego se congelan las estructuras con NL (Engelmann 2000, Dixit et al. 2004)
7) Enfriamiento de gotas
En enfriamiento de gotas se ha realizado con ápices de tallos, los cuales son pretratados con una solución crioprotectante y luego colocados sobre papel aluminio, de manera que se formen gotas pequeñas de crioprotectante con el ápice en el centro. Los explantes se congelan directamente con NL (Dixit et al. 2004).

3.5.1.4 Estrategias


3.5.1.3 Estabilidad genética


La estabilidad genética de los cultivos ha sido, durante mucho tiempo, un motivo de inquietud cuando se piensa aplicar las técnicas in vitro para la conservación del germoplasma. El material recuperado de la conservación in vitro debe representar genéticamente al material utilizado. Cualquier sistema de cultivo in vitro será inaceptable si introduce un alto riesgo de inestabilidad genética o de selección entre genotipos o de ambas cosas.
La monitoria de la estabilidad genética de los cultivos in vitro de las especies cultivadas esta adquiriendo gran interés. Se han adelantado criterios morfológicos, bioquímicos y moleculares para la detección de los cambios genéticos. Se deben desarrollar, como complemento de la evaluación de la estabilidad, técnicas electroforéticas para evaluar la variabilidad de las isozimas en muestras pequeñas de tejido obtenidas de cultivos in vitro. Además, se debe probar la monitoria que se ha hecho a esa estabilidad genética mediante técnicas moleculares, para detectar la variación del polimorfismo en la longitud de los fragmentos de restricción de ADN.

Los sistemas de cultivo de tejidos presentan diferentes niveles de riesgo de variación genética. Por ejemplo, los sistemas más estables son los cultivos de meristemos y la micropropagación nodal; les siguen los embriones somáticos y las yemas adventicias; por ultimo, los más inestables son los cultivos de celulas y protoplastos.




Bibliografía 

http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.1.2 Viabilidad

la evaluación de la viabilidad de los cultivos in vitro se debe realizar sistemáticamente. En condiciones de crecimiento lento, en que el periodo de transferencia se extiende durante meses o años, la frecuencia de evaluación de los cultivos aumenta en comparación con la evaluación que se haría al material conservado en Nitrógeno liquido, por ejemplo. Las características más importantes que se evalúan en el almacenamiento de crecimiento lento de cultivos derivados del ápice  de yemas son: contaminación, senescencia de la hoja (la razón hojas verdes/ hojas muertas), número de brotes verdes (parra micro propagación adicional), número de nudos viables (verdes) en relación con la longitud del tallo (verde), presencia o ausencia de raíces, y ocurrencia de callos.




Bibliografía
http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.1.1 Regeneración

La regeneración de plantas enteras basada en los sistemas de cultivo de células es, el paso que limita la aplicación de técnicas de cultivo in vitro a especies vegetales que no se pueden propagar mediante meristemos preformados. A pesar de la capacidad que tiene para iniciar callo diversos tejidos y órganos de muchas especies cultivadas, la regeneración reproducible de plantas enteras sigue siendo problemática. 
La regeneración adventicia mediante la embriogénesis somática es muy deseable, ya que el proceso ofrece altas tasas de multiplicación y produce propágulos que poseen ejes de raiz y yema.

Bibliografía
http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.1 Aspectos importantes en la conservación in vitro


La conservación in vitro constituye parte esencial de la estrategia general de conservación y el intercambio de recursos genéticos en todo el mundo. Entre otras ventajas, ofrece la posibilidad de almacenar un gran número y variedad de muestras en un área reducida, además de garantizar la sanidad de las muestras e incrementa la posibilidad del intercambio de materiales vegetales. Existen dos métodos de conservación in vitro, cuya utilización varía en dependencia de la duración que requiera el almacenamiento. El método de crecimiento mínimo se emplea con más frecuencia para conservar durante un período de tiempo corto,  mientras que la crioconservación garantiza la conservación in vitro por largos períodos de tiempo. En particular, la crioconservación ha sido aplicada en muchas especies para la conservación de polen, meristemos, ápices, embriones cigóticos, embriones somáticos y suspensiones celulares. Se reconocen dos grupos de técnicas en la crioconservación: las técnicas clásicas basadas en la deshidratación química parcial con el congelamiento programado y las técnicas basadas en la vitrificación con congelamiento rápido. Esta última técnica evita la formación de cristales de hielo en el interior de los tejidos, los cuales son los responsables del daño mecánico que se produce a las membranas celulares durante la congelación.



Bibliografía
https://docs.google.com/viewera=v&q=cache:cUTrpwf1VyEJ:revista.ibp.co.cu/component/docman/doc_download/215-bv0397-07-7267      79.html+&hl=es419&gl=mx&pid=bl&srcid=ADGEESj9aameYV2gt6iF82pTQU_0WndBirdtyqukgScwgBFEstNmBZozr5WuCP9YqeYiXadoAM-Ta1V5gqqT9CIpgDGoJioB_4iPapNcPGxXZRvyDLju0q9O5woWLQYeQgqjDV9C3lOy&sig=AHIEtbTuWOkQ6O3EQPn60VtabX5oqYXDHQ

3.5 Conservación In vitro

   1. con crecimiento
     transferencia seriada
   2. con metabolismo limitado
        baja concentracion de nutrientes
   3. con metabolismo detenido
    3.1  Congelamiento (crioconservación)
    3.2  Deshidratación
          L-drying: secado desde la fase líquida,   silicagel, celulosa (papel), suelo, perlas de porcelana
          Liofilización (freeze-drying)

3.4.4 Aplicación agronómica

Produccion de hibridos por fusión de protoplastos
Manipulaciones genéticas
Estudio de procesos fisiológicos y bioquímicos

3.4.3 Fusión de protoplastos


La fusión de protoplastos es una técnica de biotecnología en la cual se produce la fusión de las membranas de dos o más células dando lugar a un híbrido somático. La técnica es ampliamente empleada para introducir variabilidad en las cepas de interés biotecnológico. Típicamente se realiza mediante protoplastos vegetales, esto es, células vegetales desprovistas depared celular, si bien también puede efectuarse empleando otros taxones, como algunos hongos.
En biotecnología vegetal, la fusión de protoplastos se emplea en programas de mejora; un ejemplo es la generación de poliploides, generalmente más productivos. Para ello la metodología consiste en aplicar pulsos eléctricos a células en suspensión (electroporación) o inducir la desorganización de las membranas empleando polietilenglicol. Esta técnica, pese a mezclar el contenido genético de dos líneas distintas, no está considerada ingeniería genética, pues en su ejecución no se emplea la tecnología del ADN recombinante.




Bibliografía
http://es.wikipedia.org/wiki/Fusi%C3%B3n_de_protoplastos

3.4.2 Variación somaclonal


El cultivo in vitro puede ser células vegetales un ambiente muy estresante e involucra procesos mutagénicos durante el establecimiento del explante, la inducción de callo, la formación de embriones y la regeneración de plantas. Por esta vía es posible obtener variación, de origen nuclear y/o citoplasmática, que podría ser utilizada para el mejoramiento vegetal. Este proceso, se denomina Variación Somaclonal (Larkin y Scowcroft, 1981), involucra cambios en las plantas regeneradas que son transmitidos a la progenie.

Entre las causas que original la variación somaclonal se encuentran alteraciones en el cariotipo, mutaciones puntuales, recombinación somática e intercambio de cromátidas hermanas, rearreglos génicos somáticos, elementos genéticos transponibles, amplificación y/o metilación del ADN y cambios en el ADN de los orgánelos (mitocondrias y cloroplastos).
·       Factores relacionados con la aparición de variación somaclonal


·       Genotipo → En general se asume que la frecuencia de cambios dependerá de variaciones preexistentes en el genotipo y de las interacciones que surgen entre el genotipo y el proceso de cultivo.


·       Explante → Se puede dar como consecuencia de quimerismo Si estos tejidos se utilizan como explantes y sus células son inducidas a dividirse y rediferenciarse, las diferentes líneas celulares podrían entonces dar origen a plantas genéticamente diferentes.


·       Fase de callo → La iniciación de un callo puede ser análoga a la respuesta de las plantas a heridas, que se sabe que activan elementos transponibles y estimulan la inducción de enzimas y productos específicos que se inducen también en situaciones de estrés. Cuando comienza la división celular a partir de tejidos diferenciados, que dará origen a un callo, se incrementa el riesgo de inestabilidad cromosómica. La variación que ocurre en los números cromosómicos en la primera fase de la inducción del callo sería el resultado de fragmentación nuclear seguida por mitosis de los fragmentos nucleares, combinada con la mitosis normal de los núcleos intactos (núcleos euploides).


·       Vía de regeneración → La variación observada en cultivos embriogénicos es relativamente menor que la que aparece en cultivos organogénicos. Esto probablemente se debe a la gran presión de selección impuesta en la formación de los embriones, mayor que la requerida en la formación de vástagos.
·       *El gran número de genes requeridos para la iniciación y maduración de embriones cigóticos y somáticos impediría la acumulación de mutaciones deletéreas.


·       Naturaleza del callo → Un callo verdadero es una masa de células desdiferenciadas que proliferan Desorganizadamente, lo cual probablemente genera considerable variación.


·       Medio de cultivo → Un mismo explanto puede tener diferente comportamiento si se lo cultiva en medio sólido o en medio líquido. Otro factor importante es la temperatura, que puede inducir inestabilidad cariotípica o puede incrementar el número de plantas albinas.


·       Reguladores de crecimiento → El 2,4-D (ácido 2,4 diclorofenoxiacético) ejercen profundos efectos sobre la respiración celular, el consumo de azúcares y en el control de la división celular.Por ello se especula acerca de su rol indirecto en la inducción de cambios en el metabolismo celular y tisular de plantas creciendo in vitro. La auxina:citocinina, produce fragmentación nuclear amitótica y se le reconoce como causa de aneuploidía. El 2,4-D, el AIA (ácido indolacético) y el ANA (ácido naftalenacético) han sido señalados como los responsables de los incrementos en la metilación de la citosina que tiene lugar durante el cultivo in vitro.


·       Deficiencia de oxígeno → La tensión de oxígeno de las células en la superficie del callo es diferente a la de aquellas células que se encuentran situadas profundamente en la masa del mismo. La anaerobiosis resultaría en la producción de etanol, el cual podría comportarse como un mutágeno.


·       Acumulación de metabolitos → Las condiciones de cultivo in vitro podrían afectar los niveles de resistencia celular al efecto de los metabolitos que normalmente se encuentran presentes en los tejidos en bajas concentraciones.


·       Edad del cultivo → En los períodos prolongados de cultivo hay una pérdida de totipotencia y que esto sucedería debido a la acumulación de mutaciones y a la alteración de los genes que son responsables de la regeneración.


·       Deficiencia o exceso de minerales → Las deficiencias o excesos de azufre, fósforo, nitrógeno, calcio y magnesio pueden resultar en cambios genómicos.
     


Bibliografia
http://www.taringa.net/posts/ciencia-educacion/7290696/Variacion-Somaclonal-_Biotecnologia-Vegetal_.html


3.4.1 Producción de haploides: cultivo de anteras y óvulos

Haploidía puede intervenir en el mejoramiento de las plantas autógamas de dos modos diferentes. De una parte, ella facilita la identificación y selección de mutantes recesivos a nivel de plantas y de células. De otra parte, la inducción de haploides en los híbridos, seguido de un doblamiento cromosómico permite la obtención de líneas perfectamente homocigóticas evitando una larga serie de autofecundaciones. 

La haploidía acelera notablemente los programas de selección después del cruzamiento.


Mediante esta técnica, las anteras inmaduras que contienen polen en una etapa específica de desarrollo se colocan en medios donde el polen inmaduro se divide para formar embriones o callos.  Transferidos estos a medios de regeneración, se forman plantas. En la mayoría de los casos se producen plantas haploides estériles, pero en algunas especies ocurre una duplicación espontanea de los cromosomas en las etapas de desarrollo del callo y regeneración de la planta.

Bibliografía 

http://agr.unne.edu.ar/fao/Cuba-ppt/3cultivo%20invitro-Padron.pdf


CULTIVO DE ÓVULOS

El cultivo de óvulos es un procedimiento muy complejo debido a que la manipulación del material es difícil. El óvulo es una estructura delicada, muy pequeña, altamente hidratada, que puede ser dañada con suma facilidad. Es imprescindible realizar la microcirugía con rapidez para evitar que los tejidos sufran desecación durante el proceso.

Pese a las dificultades de la técnica, en algunos cruzamientos interespecíficos como los realizados en papa, algodón y Hevea brasiliensis, se comprobó que el cultivo de óvulos completos es más exitoso para el rescate de embriones que el cultivo de los embriones aislados.

El rescate de embriones consiste en aislar los embriones de los óvulos de una planta y cultivarlos en un medio estéril que contenga los nutrientes esenciales que les permita concluir su desarrollo normal y germinar. Esta técnica es relativamente fácil de llevar a cabo en embriones maduros y sus posibilidades de éxito son muy buenas.